一、細胞培養將組織塊分離（散）成細胞懸液的方法有多種，常用的是機械解離細胞法、酶學解離細胞法以及螯合劑解離細胞法。
從原代組織中獲得單細胞懸液的一般方法是酶解聚。細胞暴露在酶中的時間要盡可能的短，以保持大的活性。下列步驟可以解聚整個組織，獲得較高產量的有活性細胞。
1、* (Trypsin)
在去除不需要的組織后，使用無菌的*和剪子把剩余的組織切成3~4mm小片，通過懸浮在無鈣鎂的*中清洗組織碎片。讓組織碎片沉淀，去除上清液。重復清洗2到3次。
將盛有組織碎片的容器置于冰上，去除殘留的上清液。加入0.25％溶解在無鈣鎂的*中的*（100mg組織加入1ml *）。
在4℃孵育6到18小時，使幾乎沒有*活性的酶盡可能滲透進去。
移棄組織碎片中的*，在37℃孵育包含殘留*的組織碎片20到30分鐘。
在組織碎片加入熱的*培養基，用移液管輕輕地分散組織。如果使用無血清培養基，要加入大豆*抑制劑。
通過無菌不銹鋼絲網（100～200mm）過濾，分散所有剩余組織。計數和接種細胞，進行培養。
2、膠原酶 (Collagenase)
用無菌*和剪子把剩余組織切成3~4mm小片，用Hanks'平衡液（HBSS）清洗組織碎片幾次。
加入膠原酶（50～200單位/ml，溶解在HBSS中）。
在37℃孵育4到18小時。加入3mM CaCl2增加解離效率。
通過無菌不銹鋼絲網或尼龍網過濾細胞懸液，以分離分散細胞、組織碎片和較大的碎片。如果需要進一步的解聚，在碎片中加入新鮮的膠原酶。
通過離心在HBSS中清洗懸液幾次。
再一次在培養基中懸浮細胞，計數和接種細胞，進行培養。
3、Dispase
用無菌*和剪子把剩余組織切成3~4mm小片，用不含鈣鎂的*清洗組織碎片幾次。加入Dispase（0.6～2.4單位/ml 溶解在無鈣鎂的*）在37℃孵育20分鐘到幾個小時。
通過無菌不銹鋼絲網或尼龍網過濾細胞懸液，以分離分散細胞培養、組織碎片和較大的碎片。如果需要進一步的解聚，在碎片中加入新鮮的Dispase。通過離心在*中清洗懸液幾次。再一次在培養基中懸浮細胞，計數和接種細胞，進行培養。
二、從原培養容器中分離細胞:以下是從基層迅速分離細胞，且保持細胞完整性的一般步驟。這一步驟并不意味著對于所有細胞系的廣泛應用，每一種系統條件和施用濃度應該根據經驗加以確定。再次培養時檢測細胞的活性。細胞的活率應該超過90％對于無血清培養基，降低*使用量。
1、移棄使用過的細胞培養基。
2、使用不包含有鈣鎂的*或EDTA(ethylene diamine tetraacetic acid，乙二胺四乙酸.)清洗細胞（看表確定正確的清洗溶液）。在培養瓶對著細胞的一面加入清洗溶液，通過轉動培養瓶1到2分鐘清洗細胞層，然后去除清洗液。
3、以2～3ml/25cm2的量，加選擇的分離液(見表)到培養瓶對著細胞的一面。確保分離液覆蓋細胞層。在37℃孵育培養瓶，輕輕搖動培養瓶。通常，在5到15分鐘內，細胞就會脫落。細胞分離需要的時間因細胞系不同而有所變化。仔細監測細胞分離過程，避免細胞受損傷。對難于從培養瓶基層分離的細胞系，可以輕輕敲打，以加速分離過程。
4、當細胞*分離時，垂直放置培養瓶，讓細胞流到培養瓶的底部。在培養瓶中加入*培養基，通過移液管在單層細胞表面反復吹打來分散細胞培養。計數并再次培養細胞。
5、對于無血清培養基，加入大豆*抑制劑。通常使用1∶1（v∶v）0.25mg/ml*抑制劑到*中將抑制*活性。